As to the food quality of spruce needles for forest damaging insects

The polar low‐molecular compounds shikimic acid, pinitol, quinic acid, fructose, glucose, sucrose, picein, catechin and gallocatechin from ethanolic extracts of spruce needles and faeces of Gilpinia hercyniae Htg. (Hym., Diprionidae) larvae were detected as trimethylsilyl derivatives by gas chromatography (fig. 1) as well as by combined gas chromatography‐mass spectrometry (figs. 2, 3) and estimated quantitatively (table 1). Further phenolic compounds extracted with 80% ethanol‐H 2 O were measured colorimetrically (Folin‐ and vanillin‐positive compounds, anthocyanidin formation), (table 1). By comparing the concentrations of the compounds in needles and insect faeces the resorptions of spruce needle compounds were calculated as relative (P, in %) and absolute (R, μg/mg dry matter eaten) values. Up to 40% of the spruce needle compounds resorbed by the sawfly larvae are secondary plant metabolites (shikimic acid, quinic acid, picein, catechin, gallocatechin, total phenolics). The typical plant metabolites shikimic acid, pinitol, quinic acid and catechin (as glucoside) were detected in the degutted larvae. As compared to quinic acid shikimic acid is metabolized more rapidly by the insects. With increasing age of the larvae the metabolism of shikimic acid, pinitol and quinic acid is accelerated. Phenolic spruce needle compounds are directed inter alia to tanning processes and thus the requirement for essential aromatic amino acids will be reduced. Catechin is stored as the glucoside in the larval silk glands and excreted as the aglucone for cocoon formation. In light cocoons as compared to dark ones significantly higher concentrations of free catechin and 80% ethanol soluble Folin‐positive compounds were found (table 3). Furthermore light and dark cocoons could be differentiated by the pattern of the compounds after thin‐layer chromatography (fig. 4). Zusammenfassung Zur Nahrungsqualität von Fichtennadeln für forstliche Schadinsekten. 18. Resorption sekundärer Pflanzenstoffe durch die Blattwespe Gilpinia hercyniae Htg. (Hym., Diprionidae) In äthanolischen Extrakten aus Fichtennadeln und dem Kot der nadelfressenden Blattwespe Gilpinia hercyniae wurden die niedermolekularen polaren Verbindungen Shikimisäure, Pinitol, Chinasäure, Fructose, Glucose, Saccharose, Picein, Catechin und Gallocatechin als Trimethylsilyl‐Derivate durch Gaschromatographie (Abb. 1) und Gaschromatographie‐Massenspektrometrie (Abb. 2, 3) nachgewiesen und quantitativ bestimmt (Tab. 1). Weiterhin wurden in 80% äthanol lösliche phenolische Verbindungen kolorimetrisch (Folin‐ und Vanillin‐positive Verbindungen, Anthocyanidinbildung) gemessen (Tab. 1). Aus dem Konzentrationsvergleich der Verbindungen in Fichtennadeln und im Larvenkot wurde die Resorption der Fichtennadelinhaltsstoffe durch das Insekt sowohl als relativer (P, in %) als auch als absoluter (R, μg/mg gefreassener Nadeltrockenmasse) Wert berechnet (Tab. 1). Bis zu 40% der von den Insektenlarven resorbierten Fichtennadelinhaltsstoffe sind sekundäre Pflanzenstoffe (Gesamtphenole, Shikimisäure, Chinasäure, Picein, Catechin und Gallocatechin). In den darmfreien Restkörpern der Larven wurden die typischen pflanzlichen Verbindungen Shikimisäure, Chinasäure, Pinitol und Catechinglucosid identifiziert (Tab. 2). Shikimisäure wird von den Blattwespenlarven rascher metabolisiert als Chinasäure. Mit steigendem Larvenalter wird der Stoffwechsel von Pinitol, Shikimisäure und Chinasäure in den Insekten beschleunigt. Die nadelbürtigen phenolischen Verbindungen fließen z.T. in Gerbungsprozesse der Insekten und entlasten somit den Stoffwechsel der essentiellen aromatischen Aminosäuren. Catechin wird von den Insekten glucosidiert in den Spinndrüsen gelagert und als Aglucon während der Kokonbildung ausgeschieden. In hellen Kokons der Blattwespen werden im Gegensatz zu dunklen deutlich größere Mengen an freiem Catechin und löslichen Folin‐positiven Verbindungen gefunden (Tab. 3). Helle und dunkle Kokons können weiterhin durch ihr Komponentenmuster im Dünnschichtchromatogramm voneinander unterschieden werden (Abb. 4).